植入前胚胎染色体嵌合型的初步分析

　　【摘要】　目的　应用荧光原位杂交(FISH)技术对人类早期胚胎染色体的嵌合型进行初步分析，并探讨胚胎染色体嵌合型对常规体外受精-胚胎移植(IVF-ET)成功率以及植入前诊断的影响。方法　对IVF-ET治疗周期中胚胎质量差、不适于胚胎移植和冷冻保存的正常受精胚胎以及在植入前胚胎性别诊断中诊断为男性胚胎、不能移植的38个胚胎进行FISH。 结果　38个胚胎共有293个核，杂交率为96.2%。其中正常胚胎12个，占31.6%，二倍体胚胎（正常胚胎+二倍体嵌合型胚胎）28个，占73.7%，嵌合型胚胎（二倍体嵌合型胚胎+异常嵌合型胚胎）19个，占50.0%。在≤4细胞期胚胎中，嵌合型胚胎占18.2%，但在5～8细胞期和≥9细胞期胚胎中，嵌合型胚胎的比例分别增至68.4%和50.0%。结论　随着卵裂次数的增加，嵌合型胚胎所占的比例也增加，但嵌合型胚胎中嵌合细胞的比例却随之而降低。胚胎染色体的嵌合型可能是影响常规IVF-ET成功率的重要因素。应用FISH技术可准确地进行单细胞植入前性别诊断，但在进行植入前单基因诊断时，最好能同时活检2个细胞，以增加准确度。

　　Preliminary Analysis of Chromosome Mosaicism in Preimplantation Embryos

　　XU Yanwen, ZHUANG Guanglun, SHU Yimin, et al.

　　（Reproductive Medical Research Center, Department of Obstetrics and Gynecology, First Affiliated Hospital of Sun Yat-sen University of Medical Sciences, Guangzhou 510080, China）

　　【Abstract】　Objective　Using fluorescence in situ hybridization to analyze chromosome mosaicism in human preimplantation embryos and access the influence of mosaicism on in vitro fertilization-embryo transfer (IVF-ET) and preimplantation genetic diagnosis. Methods　Normal fertilized embryos, which were not suitable for embryo transfer and cryopreservation, and male embryos in preimplantation gender diagnosis were analyzed by fluorescence in situ hybridization. Results　Two hundred and ninety three nucleuses were found among 38 embryos. The hybridization rate was 96.2%. Twelve embryos (31.6%) were normal. Twenty-eight embryos (73.7%) were diploid embryos, which included normal diploid embryos and embryos with diploid moscaicism. In addition, 19 (50.0%) embryos were considered to be chromosomal mosaics due to diploid mosaicism and abnormal mosaicsm. The frequency of mosaicism increased from 18.2% in ≤4 cell-stage embryos to 68.4% and 50.0% in 5～8 cell-stage and ≥9 cell-stage embryos respectively. Conclusion　The frequency of Mosaicism increases with successive cleavage divisions. Moscaicism may be one of the important factors affecting the success rates in IVF-ET. Identification of sex by analysis of a single cleavage cell is accurate; however, it would be better to biopsy 2 cells to reduce errors in preimplantation genetic diagnosis of single gene diseases.

　　【Key words】　In situ hybridization, fluorescence; Mosaicism; Preimplantation diagnosis

　　人类生育能力较大多数哺乳类动物低，35岁以下有生育能力的妇女每个排卵周期只有1/4的受孕可能［1］。而在常规试管婴儿体外受精-胚胎移植(in vitro fertilization-embryo transfer, IVF-ET)中，每一胚胎移植周期的成功率也只有1/4左右［1］。单纯形态学参数只能粗略地估计胚胎的发育潜能，而80年代初，人们在研究胚胎的形态和着床的关系时发现，人类胚胎的染色体异常可能是影响胚胎着床的重要因素［2］。近年来，在应用荧光原位杂交（fluorescence in situ hybridization, FISH）技术，分析植入前胚胎也证实，染色体嵌合型不论在形态正常与否的胚胎中均占有一定的比例［3］。我们从1998年11月开始，应用双色FISH分析胚胎的性染色体，1999年5月开始加用18号染色体探针进行三色荧光原位杂交技术，现将结果报道如下。

　　资料与方法

　　一、 研究对象

　　取1998年11月～1999年8月，本生殖医学研究中心IVF-ET治疗周期中胚胎质量差、不适于胚胎移植和冷冻保存的正常受精胚胎以及在植入前胚胎性别诊断中，诊断为男性胚胎、不能移植的胚胎共38个为研究对象，在受精后第2～4天进行固定。

　　二、 方法

　　1. 细胞固定：将胚胎置于酸性酞若液内，当透明带被消化后转移到 N-2-羟乙基哌嗪-N′-2-乙磺酸(hepes)缓冲液内，用细管吹打至细胞散开。取单个细胞放在已滴有1 μl Tween-20/盐酸(0.1% Tween-20, 0.01 mol/L盐酸)的玻片上，在解剖镜下观察直至细胞溶解。待玻片干燥后，在磷酸盐缓冲液内洗5 min，然后依次用70%、85%和100%的乙醇脱水。玻片可在-20℃保存［4,5］。

　　2. 对照淋巴细胞的培养：用淋巴细胞行FISH杂交率的对照。将染色体正常的成年男性外周血0.6 ml加入5 ml 淋巴细胞培养液RPMI 1640中，摇匀后置于37℃培养箱中培养66 h。在培养终止前加入秋水仙素（2 μg/ml,0.5 ml），然后用低渗液0.075 mol氯化钾和固定液（甲醇∶冰醋酸为3∶1）处理。最后将细胞悬液滴在清洁的玻片上，镜下观察染色体的分散情况，玻片在-20℃保存。

　　3. FISH: 选用美国Vysis公司的染色体计数探针。其中X染色体探针用橙色标记，Y染色体探针用绿色标记，18号染色体探针用绿蓝色标记。变性时将玻片置于73℃ 70%的甲酰氨中5 min，然后加入73℃已变性并混有杂交液的探针。盖上盖玻片后用橡皮水泥封口，37℃杂交炉内杂交2～4 h。杂交完成后，将玻片置于73℃ 0.4×氯化钠/柠檬酸钠缓冲液/0.3%乙基苯基聚乙二醇（0.4×SSC/0.3%Nonidet P-40）中2 min和室温下2×SSC/0.1%Nonidet P-40中1 min洗脱非特异性杂交，最后加入10 μl 4′，6-diamidino-2-plenylindole(DAPI)复染剂复染后在奥林巴斯BX 60荧光显微镜下分别用罗丹明、 异硫氰酸荧光素和Aqua滤片观察结果。

　　4. 结果评定: 当细胞同时出现红绿信号各1个和两个绿蓝色信号时，诊断为男性胚胎（XY，1818）。仅当同时出现两个红色和两个绿蓝色信号时，才诊断为女性胚胎（XX，1818）。如果信号有分裂，但两个信号非常接近，互相有交叉或并排排列的两者之间距离小于信号大小的一半时判断为一个信号［6,7］。根据Delhanty等［1］的分类标准，将胚胎分成正常和异常两大类。正常胚胎即全部细胞核均为正常二倍体。异常胚胎再分为嵌合型、异常非嵌合型以及无规律分裂型3类。根据嵌合型胚胎中占主导的细胞为正常二倍体还是其他异常核型，将其再分为二倍体嵌合型和异常嵌合型。

　　三、 统计学方法

　　采用χ2检验和相关分析。

　　结果

　　一、对照淋巴细胞检测结果

　　在对照的507个男性淋巴细胞中，99.6%的淋巴细胞有杂交信号，94.9%显示正常男性核型XY，1818，异常核型包括3个XO，1818，5个YO，1818，5个XY，18，3个 XYY，1818，1个XXY，1818。

　　二、 FISH结果

　　38个胚胎共有293个核，282个核有杂交信号，杂交率为96.2%。11个核无杂交信号。正常胚胎12个，占31.6%，二倍体胚胎（正常胚胎+二倍体嵌合型胚胎）28个，占73.7%，嵌合型胚胎（二倍体嵌合型胚胎+异常嵌合型胚胎）19个，占50.0%。8个加用18号染色体探针的二倍体嵌合型胚胎中，单倍体/二倍体2个，三倍体/二倍体1个，四倍体/二倍体1个，非整倍体4个，其中单体性1个，染色体不分离3个。3个异常非嵌合型胚胎和4个无规律分裂型胚胎的碎片均≥25.0%。

　　不同分裂期胚胎中，嵌合型胚胎所占比例不同。在≤4细胞期胚胎中，嵌合型胚胎占18.2%，但在5～8细胞期和≥9细胞期胚胎中，嵌合型胚胎的比例分别增至68.4%和50.0%，两者比较，差异有显著性(P＜0.05)。随着分裂次数的增加，二倍体嵌合型胚胎中，嵌合型细胞的比例随着胚胎细胞数目的增加而明显减少(r=0.74，P=0.001)。

　　讨论

　　一、嵌合型的发生率及其影响因素

　　Munné等［8］在比较了4个中心的胚胎FISH结果后报道，胚胎染色体嵌合型的发生率波动在11%～52%。嵌合型及其他染色体异常发生率的波动受以下因素影响：(1) 卵子培养和操作时温度的改变；(2) 母亲年龄；(3) 培养时氧浓度；(4) 超排卵方案；(5) 胚胎的形态及发育；(6) 有无多核细胞；(7) 检测染色体的数目和号数。其中，培养系统和超排卵方案影响最大。本研究中正常二倍体胚胎12个占31.6%，与Laverge等［9］的结果相近，嵌合型胚胎比例偏高，占50.0%，这可能与部分胚胎质量差、样本量少和培养系统不同等因素有关。

　　二、嵌合型的发生机理

　　一般认为，由于有丝分裂时发生错误染色体不分离或1～2个细胞极性改变可形成嵌合型胚胎。嵌合型发生的时间与卵裂有关。本研究中嵌合型胚胎所占的比例随着胚胎细胞数目的增多而明显增加，提示随着卵裂次数的增加，有丝分裂发生错误的风险也增加，所以嵌合型胚胎所占的比例也随之而增加。但嵌合型胚胎中嵌合型细胞的比例却随之而降低，如果嵌合型发生于第1次卵裂时，则所有细胞均不正常，嵌合型发生于第2、3次卵裂时，其不正常细胞分别为50.0%和25.0%［6］。本研究结果也支持这种观点。

　　近年来，在进行卵子和胚胎极性的研究中，有学者提出嵌合型可能是胚胎发育过程中的正常现象。嵌合型细胞可能发育较慢或停滞，并有可能发展为滋养外胚层细胞，而不发展为内细胞团，所以不一定会影响胚胎的正常发育。因此，胎儿的染色体异常率远没有胚胎的异常率高［10］。

　　三、 胚胎嵌合型对IVF的影响

　　在常规IVF中，胚胎的形态是最重要的评定胚胎质量的指标。但胚胎的形态学改变并不一定能真实地反映胚胎的发育潜能。虽然在形态正常的胚胎中嵌合型胚胎的比较低，但亦占有一定的比例。1995年Munné 等［3］将胚胎分为发育停滞，发育缓慢和有碎片及正常形态3组进行X,Y,18,13/21号染色体的FISH，结果嵌合型胚胎分别为39.6%，25.2%和14.1%，3组之间差异有显著性。本研究中也可见无规律分裂的胚胎和异常非嵌合型胚胎的形态较差，胚胎碎片均≥25.0%。另外也有学者分析了其他染色体，如Delhanty等［1］报道，用X，Y和1号染色体探针三色FISH检测， 有嵌合型的胚胎占30.0%。由于存在一定比例的染色体异常，因此在常规IVF中，每个胚胎移植周期的成功率一直在25%左右。从另一个角度来说，这可能也反映了人类对异常胚胎的自然选择和淘汰。

　　四、染色体嵌合型对植入前诊断的影响

　　尽管胚胎中有一定比例的嵌合型，但嵌合型不会对胚胎的性别诊断有影响［11］。本研究男性胚胎中无一例出现2个X信号和2个18号染色体信号。但据报道，XO在男性胚胎中约占12.0%［5, 11］，因此不能单凭1个X信号就诊断为女性胚胎。本研究中还有一个无规律分裂的胚胎核型为XXXX，1818/XY，1818/XY，18/Y，1818/3个XO，1818，如果仅活检XXXX，1818并将其诊断为女性胚胎也会造成误诊。所以必须同时出现2个X信号和2个18号染色体信号时才诊断为女性胚胎。在本研究后期加用18号染色体探针从而可以区分单体性和单倍体细胞。如在XO中有2个18号染色体的信号，就应诊断为单体性细胞，而XO 中仅有1个18号染色体的信号，应诊断为单倍体细胞。活组织检查时，取出这两种细胞均会对植入前单基因疾病的诊断造成不良的影响。Kuo等［11］报道，7号和18号染色体的丢失率分别为3.7%和3.3%。Harper等［12］则报道用1号和17号染色体探针杂交时，少于二倍体信号的细胞占15%。本研究中，104个用3种探针杂交的细胞核中，其中9个细胞核缺少1个18号染色体信号，信号缺失率为8.7%。因此，在进行植入前单基因诊断时最好能同时活检2个细胞，以增加准确度。

　　参考文献

　　1，Delhanty JD, Harper JC, Ao A, et al. Multicolour FISH detects frequent chromosomal mosaicism and chaotic division in normal preimplantation embryos from fertile patients. Hum Genet, 1997, 99: 755-760.

　　2，Angell RR, Aitken RJ, van Look PFA, et al. Chromosome abnormalities in human embryos after in-vitro fertilization. Nature， 1983，303: 336-338.

　　3，Munné S, Alikani M, Tomkin G, et al. Embryo morphology, developmental rates, and maternal age are correlated with chromosome abnormalities. Fertil Steril, 1995, 64: 382-391.

　　4，Cooner E, Harper JC, Ramaekers FCS, et al. Presence of chromosomal mosaicism in abnormal preimplantation embryos detected by FISH. Hum Genet, 1994, 54: 609-615.

　　5，徐艳文，庄广伦，周灿权，等. 应用荧光原位杂交技术进行人类早期胚胎性染色体嵌合型的初步研究. 中华妇产科杂志，1999，34：603-605.

　　6，Munné S, Weier HUG, Grifo J，et al. Chromosome mosaicism in human embryos. Biol Reprod, 1994, 51: 373-379.

　　7，Munné S, Dailey T, Finkelstein M, et al. Reduction in signal overlap results in increased FISH efficiency: implications for preimplantation genetic diagnosis. J Assis Reprod Genet, 1996, 13: 149-156.

　　8，Munné S, Magli C, Adler A, et al. Treatment-related chromosome abnormalities in human embryos. Hum Reprod, 1997, 12: 780-784.

　　9，Laverge H, Sutter PD, Verschraegen-Spae MR， et al. Triple color fluorescent in-situ hybridization for chromosomes X,Y, and 1 on spare human embryos. Hum Reprod, 1997, 12: 809-814.

　　10，Edwards RG, Beard HK. Polarity and cell determination in early mammalian embryos. Mol Hum Reprod, 1997, 3: 863-905.

　　11，Kuo HC, Ogilvie CM, Handyside AH. Chromosomal mosaicism in cleavage-stage human embryos and the accuracy of single-cell genetic analysis. J Assis Reprod Genet, 1998, 15: 276-280.

　　12，Harper JC, Coonen E, Handyside AH, et al. Mosaicism of autosomes and sex chromosomes in morphologically normal, monospermic preimplantation human embryos. Prenatal Diagnosis, 1995, 15: 41-49.