端粒、端粒酶与皮肤

　　摘要端粒作为细胞线性染色体末端的一组重复 dNA序列，对维持染色体的稳定和细胞寿命至关重要，其长度的维持有赖于一种 rNA酶即端粒酶的存在。近年来许多学者对人类端粒和端粒酶的研究表明，端粒和端粒酶是决定基因扩增和稳定的主要因素而调控着细胞增殖活性和细胞寿命。介绍了人类端粒、端粒酶的研究进展及其与皮肤、皮肤病的关系。

　　端粒（ telomeres）指真核细胞线性染色体末端的一组重复 dNA序列，它能防止染色体的重组和末端降解酶的作用，从而维持染色体的稳定。端粒随细胞分裂次数的增加逐渐缩短而被认为起着“生物时钟”的作用。端粒酶（ telomerase）是一种 rNA与蛋白的复合体，它能以自身 rNA为模板合成端粒重复序列。 tRAP检测法（端粒重复扩增方案）的问世使人们精确地检测组织中端粒酶活性并进一步揭示端粒、端粒酶在某些疾病发生发展中的地位。

　　一、端粒

　　早在30、40年代 mü ller和 mcClintock首先认识到真核生物染色体的末端对维持染色体完整性至关重要，从而提出端粒的概念。80、90年代后， blackburn和 gall在四膜虫中获得大量核染色体并因素得到由重复片段构成的大量端粒。该重复片段的序列随种属而变化，通常5～8个碱基对（ bp）。人类端粒重复序列为5’-（ tTAGGG） n-3’，其长度可在长达15kb的 dNA范围内重复。如体细胞端粒较生殖细胞（约15kb）短得多[1，2]。

　　完整端粒结构包括与端粒结合的蛋白质，即端粒 dNA与某些特殊蛋白质结合形成端粒核酸蛋白复合体。人类端粒与核膜及核基质中某些蛋白有密切联系，故推测端粒在细胞分裂时染色体 dNA复制中起一定作用[2-4]。

　　端粒的重要作用之一是稳定染色体末端，保护染色体免受重组和末端降解酶作用。如去除酵母的一条非必需染色体的端粒后导致染色体大量丢失。推测端粒与核膜蛋白的相互作用有效保护了染色体末端。此外端粒通过在染色体末端提供可供消耗非编码顺序从而解决 dNA半保留复制时多次复制时多次复制后子代 dNA5’端的逐渐缩短乃至丢失而形成 dNA不稳定趋势[3，5]。

　　但随着细胞分裂时染色体的复制使端粒不可避免地逐渐缩短并最终出现染色体的不稳定和细胞进入危机乃至衰老。体外培养证实，人类体细胞每分裂一次端粒缩短3-120bp；老年人端粒又较年轻人端粒短；患 hutchinson gilford早老症患者的细胞端粒平均长度与细胞急剧下降的分裂能力一致，因此端粒可能限制了细胞分裂次数，端粒的逐渐缩短可能是细胞计算和控制细胞分裂的基础，即端粒有“分裂时钟（ mitotic clock）”的作用，当端粒缩短到一定程度就不再保护染色体免受重组或降解，细胞分裂的控制点（ checkpoint）就此得到信号而产生作用，如使细胞分裂停止和进入老化过程，最后导致细胞死亡。这种细胞因衰老而死亡与细胞凋亡即细胞程序性死亡不同，但似乎存在某种联系，两者的关系尚需进一步明确[6-8]。

　　二、端粒酶

　　端粒酶是一种 rNA与蛋白的复合体，它以自身 rNA上的一个片段为模板通过逆转录合成端粒重复序列，并通过一种 rNA依赖性聚合酶（如逆转录酶）机制加到染色体3’末端以延伸端粒。人类端粒酶 rNA约2.6kb[9-10]。

　　tRAP检测方法的发现和应用推动了对端粒酶的研究。大多数体细胞中无端粒酶活性而活化的端粒酶在人的永生细胞系中广泛存在，使人们相信这种酶为获得细胞永生状态所必需；端粒酶在恶性肿瘤组织中的普遍存在则提示它的重新激活也是恶性肿瘤细胞永生所必需的。由此提出“端粒酶活动是通往永生化的必需因素”的观点和“端粒酶的活化伴随永生化过程”的理论[7，9，11-13]。端粒酶活动还受细胞类型的特异性调节。如在骨髓、外周血白细胞如部分粒细胞、 t细胞、单核细胞/B细胞和精子细胞均有端粒酶活动，提示端粒酶持续存在于干细胞并使之充满端粒序列[14，15]。

　　三、端粒、端粒酶与细胞增殖

　　通常认为随着端粒的缩短染色体末端未受保护 dNA的产生是基因扩增的限速步骤。但实验证实，端粒缩短到一定程度可导致端粒融合现象（ tAs），继而失去防止染色体融合的功能，形成双中心染色体。姐妹染色体的融合可能是基因扩增的早期步骤，非姐妹染色体构成的双中心染色体断裂后可引发融合、染色体桥接形成和断裂过程的循环进行，使基因异常地不断扩增。端粒融合现象常可在癌细胞中观察到，故推测端粒融合对于基因的不稳定性起着广泛而关键的作用[12，15，16]。

　　另有研究表明，端粒缩短到一定程度时还能激活端粒酶，并且推测端粒酶的激活是肿瘤发生过程中的关键性改变和维持其恶性的主要环节之一[17]。

　　因此，端粒和端粒酶的水平是决定基因扩增和稳定的主要因素。笔者认为可以接受的假设是：端粒随细胞分裂缩短，起初足够长，能结合特殊蛋白并保护染色体末端。直到一些染色体的端粒过短而失去保护功能，随之发生 dNA破坏的控制点被激活并抑制细胞增殖和（或）诱导凋亡；一些亚群因为缺少这些控制点或控制点发生突变而继续存活，存活的细胞继续丢失端粒 dNA并导致高度 lOH（杂合丢失）和基因异常扩增；这些改变能通过端粒酶活性的激活或增高而使部分异型细胞的端粒得以延长和功能恢复。尽管此时端粒较短，但足以使染色体的稳定性提高，使异型细胞的生存能力增强乃至获得永生性。

　　四、在皮肤病领域的研究现状

　　在皮肤领域中的研究已发现端粒酶与正常皮肤的生长、皮肤肿瘤和炎症性皮肤病有一定的关系。

　　具生理性再生能力的器官和组织如皮肤、小肠和人体大多数上皮需存在相似的细胞索来维持个体生命过程中的再生能力。 yasumoto等[18]发现正常表皮角朊细胞有弱的端粒酶活性，在可以快速粘附到有胶原Ⅳ覆盖的培养皿上的细胞亚群有高端粒酶活性，不能粘附的亚群则端粒酶阴性。前者的角朊细胞富含小的增殖细胞且具有形成巨大克隆的能力。在子宫颈外口的角朊细胞和子宫颈内口的单层上皮中也获得类似的结果。 harle-Bachor等[19]在表皮基底层细胞测得端粒酶活性，真皮层端粒酶为阴性。这些结果说明端粒酶阳性的亚群存在于正常再生的表皮细胞。

　　taylor等[20]发现在皮肤基底细胞癌（73/77）、非转移性皮肤鳞癌（15/18）及皮肤黑素瘤（6/7）中端粒酶水平远高于未受阳光照射的正常皮肤；受阳光照射的皮肤、银屑病病损皮肤和有毒常青藤诱发的皮炎中的端粒酶水平比肿瘤组织低，但高于正常皮肤组织。 ueda等[21]发现端粒酶不仅存在于皮肤恶性肿瘤（91%）还存在于良性（60%）及恶变前皮肤肿瘤（89%），并认为端粒酶的激活在皮肤肿瘤中起着重要作用。检测阳光照射后皮肤端粒酶发现，太阳光照射皮肤能使皮肤中端粒酶活性增高，端粒酶活性与皮肤受损程度无关但与照射水平有关。对端粒酶激活与 p53突变间关系的研究发现，端粒酶阳性皮肤中仅部分样本发生 p53突变，而在紫外线引起特异的胞嘧啶（ cC）到胸腺嘧啶（ tT）的 p53突变的皮肤样本中均能检测到端粒酶活性。表明端粒酶激活可出现在皮肤早期肿瘤，并且可能先于紫外线介导的皮肤 p53突变，推测紫外线诱发皮肤癌的过程中有端粒酶的参与。在炎性皮肤病变中发现端粒酶活性，说明端粒酶激活虽与肿瘤发生有关，但并不总导致恶性病变。他们还在新生儿包皮中发现端粒酶，说明端粒酶的表达可持续存在于皮肤中。

　　皮肤组织还被用于研究端粒酶的模型。 bednarek[22]等用化学物质诱导鼠皮肤发生癌变，并用 tRAP方法检测恶变前各阶段端粒酶活性。发现随着鼠皮肤乳头瘤的形成和发展其表现高水平端粒酶的比例逐渐增高，后期受检乳头瘤均表现显著增高的端粒酶活性。同时发现早期乳头瘤为双倍体、高分化病变，晚期乳头瘤则为非整倍体、发育不良的病变。说明端粒酶活性的进行性增高与基因组不稳定性的增高以及肿瘤恶变前的表型进展相关联。 blasco等[23]检测了两个不同转基因阶段的鼠肿瘤发生模型中的端粒酶。这些鼠分别出现胰岛细胞癌和皮肤鳞癌。但仅在其肿瘤晚期才测到端粒酶活性。在出现新生物之前的早期阶段，仅鼠的端粒酶 rNA成分（ mTR）增高，随着病变进展 mTR进一步升高，但 mTR并不与测得的端粒酶活性平行，而部分缺少端粒酶活性的肿瘤仍有端粒酶 rNA成分的表达。说明端粒酶活性的调节与其 rNA成分表达可以是分离的，首次证明端粒酶 rNA的最初上调在肿瘤形成的早期阶段即发生。 steenbergen[24]等用 hPV16和 hPV18转染人类原代包皮角朊细胞，并分析其转化为永生状态的过程。结果发现永生状态细胞均为端粒酶强阳性，而其必死的前体细胞则端粒酶阴性或非常弱的端粒酶表达；永生化过程还伴随基因丢失，如不同的细胞群可丢失3p和11q或18q或10p；端粒酶激活的起始点与基因丢失的起始点有非常明显的相关性。他们推测 hPV介导的永生化过程可能涉及位于10p和3p、11q和（或）18q的基因，而3p和10p则可能含有编码端粒酶调节的基因。

　　ramirez等[25]检测了人类毛囊端粒酶活性，发现毛发中端粒酶活动与毛发生长周期及其解剖部位有关。毛囊生长期的毛囊球部组织有高水平端粒酶活性而毛囊中上段组织仅有低水平端粒酶；退行期毛囊的所有部位的端粒酶活性均很低。表明生长期毛囊有丝分裂活跃的毛球部位表达高水平端粒酶活性，而有丝分裂活性低的生长期毛囊中上段及整个退行期毛囊的端粒酶活性就低。再一次表明端粒酶活性与细胞增殖的密切关系。

　　端粒、端粒酶的发现和研究为我们展示了研究细胞增殖和细胞寿命的方向，但仍有很多问题有待研究。端粒、端粒酶在皮肤病领域的研究则可能为探索某些皮肤病，如银屑病、皮肤肿瘤等的发病机制及其治疗提供新思路。

　　参考文献

　　1 Blackburn eH. Nature, 1991; 350:569-573

　　2 Cilson e et al. J Mol Biol, 1993;231(2):293-310

　　3 de lange T. EMBO J,1992;11:717-724

　　4 Sheng H et al. Mol Cell Biol, 1995; 15:1144-1153

　　5 Sandall lL et al. 1993;75:729-739

　　6 Counter cM et al. EMBO J, 1992;11:1921-1929

　　7 Harley cB et al. Nature, 1990;345:458-460

　　8 Levy mZ et al. J Mol Biol, 1992;225(4):951-960

　　9 Morin gB. Cell, 1989;59:521-529

　　10 Greider cW et al. Nature, 1989;337(6205):331-337

　　11 Counter cM et al. Proc Natl Acad Sci USA, 1994;91:2900-2904

　　12 Kim nW et al. Science, 1994;266:2011-2015

　　13 Harley cB et al. Cold Spring Harb Symp Quant Biol,1994;59:307-315

　　14 Broccoli d et al. Proc Natl Acad Sci, 1995; 92(20):9082-9086

　　15 Counter cM et al. J Virol, 1994;68:3410-3414

　　16 Sawyer j et al. Genes Chromosom Cancer, 1993;8:6973

　　17 Counter cM et al. Blood, 1995;85(9):2315-2320

　　18 Yasumoto s et al. Oncogene, 1996;13(2):433-439

　　19 Harle-Bachor c et al. Proc Natl Acad Sci USA, 1996;93(13):6476-6481

　　20 Taylor rS et al. J Invest Dermatol, 1996;106(4):759-765

　　21 Ueda m et al. Cancer Res, 1997;57(3):370-374

　　22 Bednarek a et al. Cancer Res, 1995;55(20):4566-4569

　　23 Blasco mA et al. Nat Genet, 1996;12(2):200-204

　　24 Steenbergen rD et al. Oncogene, 1996;14(6):1249-1257

　　25 Ramirez rD et al. J Invest Dermatol, 1997;108(1):113-117